Santé, Société et Environnement

AUTEURS :

Raphaël Courcoux1* ; Rachid Souktani2 ; Marianne Gervais1*

1 Equipe Relaix, Univ Paris Est Créteil, Inserm U955 IMRB, Créteil, France

2 Equipe Lanone, Univ Paris Est Créteil, Inserm U955 IMRB, Créteil, France

*Correspondances : raphael.courcoux@inserm.fr ; taurel@u-pec.fr

RÉSUMÉ :

Les maladies cardiovasculaires représentent un enjeu de santé publique majeure. L’infarctus du myocarde, qui résulte d’une obstruction totale d’une artère coronaire, est responsable d’une forte mortalité qu’elle soit précoce ou tardive après le développement d’une insuffisance cardiaque post-ischémique. C’est pourquoi il est nécessaire d’étudier les mécanismes physiopathologiques ischémiques autour de l’infarctus du myocarde non reperfusé, notamment à l’aide du modèle chirurgical de ligature permanente de l’artère coronaire gauche chez la souris. Cette chirurgie repose sur l’obstruction mécanique de l’artère après une thoracotomie, et permet par la suite le développement d’une insuffisance cardiaque post infarctus.

MOTS CLÉS :

Souris, infarctus du myocarde et insuffisance cardiaque.

INTRODUCTION :

Les maladies cardiovasculaires représentent un enjeu majeur de santé publique. En effet, selon l’Organisation mondiale de la santé (OMS), elles représentent 32% des décès dans le monde, soit la principale cause de mortalité. Parmi ces maladies, les cardiopathies ischémiques, notamment l’infarctus du myocarde (IDM), sont responsables à elles seules de 14,8% de la mortalité mondiale 1. En France, l’IDM touche environ 100 000 personnes chaque année, et entraîne le décès de 10% des patients concernés.

L’IDM est majoritairement déclenché par la rupture d’une plaque d’athérome, conduisant à une obstruction complète d’une artère coronaire et une interruption brutale de la perfusion myocardique. Cette obstruction provoque une ischémie du muscle cardiaque, caractérisée par un déséquilibre entre l’apport d’oxygène et de nutriments et les besoins métaboliques myocardiques 2,3. Privées d’oxygène, les cellules myocardiques meurent rapidement, dans une zone ischémique plus ou moins large selon la durée et la sévérité de l’occlusion, aboutissant à une zone infarcie.

Cette perte importante de masse contractile myocardique induit une insuffisance cardiaque aiguë, associée à une réduction significative de la fraction d’éjection ventriculaire gauche qui perdure au long cours. En réponse à ce dysfonctionnement, une cascade de mécanismes compensatoires est activée, impliquant des adaptations structurales (dilatation ventriculaire gauche, remodelage ventriculaire), métaboliques (changement du métabolisme énergétique myocardique) et neurohormonales (activation du système sympathique et du système rénine-angiotensine-aldostérone). Ces mécanismes d’adaptation précoces visent à préserver le débit cardiaque et la perfusion tissulaire malgré la perte de masse fonctionnelle mais sont rapidement dépassés et conduisent au développement d’une insuffisance cardiaque chronique 4.

Bien que les mécanismes physiopathologiques de l’insuffisance cardiaque post-ischémique soient aujourd’hui bien documentés, ils ne sont pas encore complétement élucidés. Dans ce cadre, les modèles animaux d’IDM restent essentiels pour approfondir la compréhension de cette maladie et développer de nouvelles approches thérapeutiques visant à limiter la nécrose myocardique, favoriser la réparation tissulaire et améliorer la fonction cardiaque post-infarctus.

Chez la souris, deux modèles chirurgicaux d’IDM ont été développés : le modèle d’ischémie-reperfusion myocardique et le modèle de ligature permanente de l’artère coronaire gauche. Le modèle d’ischémie-reperfusion, plus proche de la situation clinique, est principalement utilisé pour étudier les mécanismes des lésions aigües liées à l’ischémie et la reperfusion myocardique, ainsi que pour évaluer les mécanismes physiopathologiques impliqués dans les lésions de reperfusion ainsi que l’efficacité de stratégies thérapeutiques visant à limiter la taille de l’infarctus. Le modèle de ligature permanente de l’artère coronaire gauche est quant à lui souvent utilisé dans la littérature pour explorer les processus de remodelage cardiaque après une perte massive de tissu myocardique et le développement de l’insuffisance cardiaque post-ischémique5.

Dans ces deux modèles, une obstruction mécanique de l’artère coronaire gauche est réalisée à l’aide d’un fil de suture monofilament, afin de provoquer un arrêt complet du flux sanguin coronaire en aval de la ligature. Pour le modèle de ligature permanente, l’intervention chirurgicale requiert, après anesthésie de l’animal, une intubation orotrachéale afin de mettre en place une ventilation mécanique contrôlée sous oxygène. Une thoracotomie gauche est ensuite réalisée pour exposer le cœur et permettre la visualisation et la ligature précise et permanente de l’artère coronaire gauche sous loupe binoculaire.

-2 micro-pinces courbées striées (MC31 #11370-31, FST)

-1 micro-porte-aiguilles droit non strié (Castroviejo #12060-01, FST)

-1 paire de ciseaux droit dentelé (Strabismus #14084-09, FST)

-1 paire de micro-ciseaux courbé non strié (MC50 #15370-50, FST)

-1 kit de fixation magnétique pour chirurgie (#18200-20, FST) comprenant :

1 socle magnétique (#18200-03, FST)

2 petits fixateurs (#18200-01, FST)

1 grand fixateur (#18200-02, FST)

1 rouleau d’élastomère (#18200-07, FST)

2 écarteurs émoussés largeur 1mm (#18200-09, FST)

1 écarteur émoussé largeur 2,5mm (#18200-10, FST)

-1 canule d’intubation pour souris (OD 1,2mm ; longueur 27mm) avec adaptateur en Y (Harvard Apparatus #73-2844)

-Fils Prolène 6-0 (13mm ; 3/8c)

-Fils Prolène 8-0 (6,5mm ; 3/8c)

-Seringue 1mL

-Aiguille d’injection 26G

-Cotons tiges

-Sparadrap vétérinaire

-Ventilateur à volume contrôlé pour souris (Harvard Apparatus MiniVent 845)

-Loupe binoculaire avec lampe

-Tapis chauffant

-Balance de pesée

-Tondeuse vétérinaire

-Chambre de réveil thermostatée enrichie en oxygène  

-Kétamine (100 mg/kg)

-Xylazine (10 mg/kg)

-Buprénorphine (0,1 mg/kg)

-NaCl 0,9%

-Povidone iodée

PTOCÉDURE :

  • Peser l’animal pour ajuster les volumes d’anesthésique.
  • Injecter par voie intra-péritonéale le mélange d’anesthésique dilué dans du NaCl 0,9% (kétamine 100 mg/kg, xylazine 10 mg/kg).
  • Raser l’animal sur la région thoracique latérale gauche, puis le placer sur le tapis chauffant.
  • Désinfecter la zone chirurgicale à l’aide de cotons tiges imbibés de povidone iodée.

1-Intubation

  • Réaliser l’intubation par voie orotrachéale, en vérifiant le bon positionnement de la canule dans la trachée.
  • Connecter l’adaptateur Y de la canule au ventilateur préalablement réglé (fréquence et volume ventilatoire en fonction du poids de l’animal. Pour 25g, 200 respiration/min et 200 µL).
  • Fixer l’animal en décubitus dorsal.

2-Thoracotomie

  • Inciser la région thoracique latérale gauche sur 1 cm, et séparer les différentes couches musculaires de manière à visualiser le 4ème espace intercostal.
  • Placer les 3 écarteurs de façon à maintenir l’ouverture de la peau et des muscles (figure 1A).
  • Inciser la couche supérieure du muscle au niveau du 4ème espace intercostal, de façon à pouvoir l’écarter par la suite à l’aide des pinces en prenant soin de ne pas abimer le cœur et le poumon gauche.
  • Replacer les écarteurs sous les côtes 4 et 5, en prenant soin de ne pas abimer le cœur et le poumon.
  • Si le cœur n’est pas assez visible, placer un point d’appui à l’aide d’un coton tige sur le côté droit de l’animal de façon à maintenir les organes sur la gauche.

3-Ligature de l’artère coronaire gauche

  • Ouvrir le péricarde à l’aide des pinces pour accéder au myocarde.
  • Visualiser l’artère coronaire gauche, en prenant pour repère l’encoche présente sur l’oreillette gauche (figure 1B).
  • A l’aide du porte aiguille et du fil prolène 8-0, réaliser la ligature : Passer le fil autour de l’artère coronaire sur sa partie proximale en plantant l’aiguille dans le myocarde et en prenant soin de rester dans le muscle cardiaque sans aller trop profond vers la cavité. Réaliser un double nœud de serrage, et trois nœuds de blocage. Couper les surplus de fil.
  • Vérifier la bonne ligature de l’artère en visualisant le blanchissement du myocarde en aval du nœud.
  • Si nécessaire, nettoyer les saignements à l’aide de NaCl 0,9% et de coton tiges.

4-Fermeture

  • Replacer les écarteurs au niveau des muscles thoraciques, afin de relâcher la tension sur les côtes.
  • A l’aide du porte aiguille et du fil prolène 6-0, réaliser un nœud en U entre la 4ème et la 5ème côte, et préparer un double nœud de serrage sans le serrer (figure 1C).
  • Réaliser le vide pleural en bouchant la sortie d’air via la tubulure du respirateur, pendant maximum 3 secondes.
  • A l’issu des 3 secondes, serrer immédiatement le nœud en U pour refermer le 4ème espace intercostal, et réaliser deux nœuds de blocage.
  • Retirer les écarteurs, et replacer les couches musculaires au-dessus du nœud en U afin de créer une étanchéité.
  • Refermer la peau avec le fil prolène 6-0, en réalisant des points simples ou en en surjet (double nœud de serrage et deux nœuds de blocage).
  • Désinfecter la zone chirurgicale à l’aide de cotons tiges imbibés de povidone iodée.

5-Réveil

  • Réhydrater la souris avec une injection de 400 µL de NaCl 0,9% en sous-cutanée.
  • Au bout de 10 à 15 minutes, vérifier la reprise spontanée de la respiration de l’animal en déconnectant la sonde d’intubation du ventilateur (la reprise doit se faire au bout de 30 secondes sans ventilation artificielle, sinon reconnecter les tubulures à la sonde d’intubation).
  • Dès que la respiration de l’animal est stable, placer la souris sur le dos en chambre de réveil thermostatée à 33°C et enrichie en oxygène, en gardant la sonde d’intubation en place.
  • Au début du réveil de la souris (vibrisses qui bougent), extuber la souris et surveiller la respiration de l’animal.
  • Une fois que la souris se retourne d’elle-même sur le ventre, injecter en sous-cutanée la buprénorphine diluée dans du NaCl 0,9% (0,1 mg/kg).
  • Garder la souris en chambre de réveil jusqu’à la reprise de l’activité normale, avant de la remettre en stabulation normale.

6-Sham

  • Pour la chirurgie Sham, le fil prolène 8-0 est passé autour de l’artère coronaire, puis est ressorti sans réaliser de nœud autour. Le reste de la procédure est identique.
Figure 1 Courcoux

Figure 1 – Procédures du modèle d’infarctus du myocarde. A. Visualisation du 4ème espace intercostal (EI) pour la thoracotomie. B. Visualisation de l’oreillette gauche (OG) et du ventricule gauche (VG) pour réaliser la ligature de l’artère coronaire. C. Nœud en U entre la 4ème et 5ème côte.  

RÉSULTATS :

Des souris mâles C57BL/6JRj âgées de 12 à 14 semaines ont subi une ligature permanente de l’artère coronaire gauche (n=20) ou une chirurgie sham (n=7) (figure 2A). La ligature permanente de l’artère coronaire gauche induit un infarctus du myocarde de l’ordre de 20-25% du ventricule qui conduit à 30% de mortalité, dans la première semaine post-chirurgie (figure 2B). Passé ce délai, aucune mortalité n’est observée, et ce, jusqu’à la fin de l’étude, c’est-à-dire 21 jours post-chirurgie.  Aucune mortalité n’a été constaté dans le groupe sham.

Figure 2 Courcoux

Figure 2 – Suivi de la mortalité des souris en post-IDM. A. Répartition des groupes. B. Courbe de survie après chirurgie IDM ou sham. Le suivi de la mortalité a été réalisé quotidiennement après la chirurgie de J0 à J21.

Chez les souris survivantes, des analyses échocardiographiques du ventricule gauche sont effectuées (figures 3A,B). L’infarctus du myocarde s’accompagne d’une diminution massive de la fraction d’éjection, 21 jours après la chirurgie, comparé aux souris sham, sans modification de la fréquence cardiaque (figure 3C,D). De plus, une dilatation post-ischémique se développe, comme en témoigne l’augmentation du volume du ventricule gauche (figure 3E).  

Figure 3 Courcoux

Figure 3 – Atteinte cardiaque in vivo 21 jours après l’infarctus du myocarde. A-B. Images représentatives du ventricule gauche en parasternale grand axe chez les souris Sham (A) et IDM (B) prises avec un échographe Vevo2100 équipé d’une sonde MS-550D (22-55MHz). C-E. Fréquence cardiaque (C), fraction d’éjection (D) et volume télédiastolique (E) du ventricule gauche mesurés à l’aide du logiciel Vevo Lab. Sham : n=7 ; IDM : n=14. Test de t Student non pairé.

Le remodelage hypertrophique post infarctus du myocarde se développe sur les cœurs infarcis par rapport aux sham (figure 4A,B), comme en témoigne l’augmentation du poids du ventricule gauche et du cœur sans modification du poids des souris au moment de la mise à mort (figures 4C-E).

Figure 4 Courcoux

Figure 4 – Remodelage cardiaque 21 jours après l’infarctus du myocarde. A-B. Images représentatives du cœur Sham (A) et IDM (B) à la mise à mort 21 jours après l’opération. C. Poids corporel à 21 jours. D-E. Poids du ventricule gauche (D) et poids du cœur (E) normalisés par rapport poids corporel des souris à la mise à mort. Sham : n=7 ; IDM : n=14. Test de t Student non pairé.

LIMITES DU MODÈLE :

Le modèle de ligature permanente de l’artère coronaire gauche chez la souris permet d’étudier les mécanismes physiopathologiques conduisant au remodelage cardiaque post ischémique ainsi qu’à la dysfonction du ventricule gauche. La compréhension de ces mécanismes est essentielle pour étudier l’insuffisance cardiaque post ischémique qui en découle. Cependant, il modélise un infarctus du myocarde non reperfusé, qui n’est pas représentatif de la scène clinique pour laquelle la prise en charge inclura nécessairement une reperfusion.

ÉTHIQUE :

Ce projet a été autorisé par le ministère de l’enseignement supérieur et de la recherche, référencé sous le numéro APAFIS #39862-2022041416299084 v11.

CONFLITS D’INTÉRÊT :

Les auteurs déclarent aucun conflit d’intérêt.

REMERCIEMENTS :

Ce travail a été supporté par l’équipe GEIC2O de l’IMRB U955 (https://imrb.inserm.fr/equipes/s-lanone/).

Nous remercions toute l’équipe de la zootechnie de l’EP3 pour leur gestion et prise en charge de nos animaux.

Nous remercions l’UPEC pour son soutien à l’édition de Tr@nsmettreRIF.

RÉFÉRENCES BIBILOGRAPHIQUES :

  1. Shepard, D. et al. Ischemic Heart Disease Worldwide, 1990 to 2013. Circulation: Cardiovascular Quality and Outcomes 8, 455–456 (2015).
  2. Saleh, M. & Ambrose, J. A. Understanding myocardial infarction. F1000Res 7, F1000 Faculty Rev-1378 (2018).
  3. Benhabbouche, S., Crola da silva, C., Abrial, M. & Ferrera, R. Base des phénomènes d’ischémie reperfusion et de la protection myocardique. Annales Françaises d’Anesthésie et de Réanimation 30, S2–S16 (2011).
  4. Nakamura, M. & Sadoshima, J. Mechanisms of physiological and pathological cardiac hypertrophy. Nat Rev Cardiol 15, 387–407 (2018).
  5. Lindsey, M. L. et al. Guidelines for in vivo mouse models of myocardial infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol 321, H1056–H1073 (2021).

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    Date de publication : 20/11/2023
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    Date de publication : 20/11/2023
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    Date de publication : 20/11/2023
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    Date de publication : 20/11/2023
    Voir publication